20 Regole Non Scritte per gli Strumenti di Cromatografia Liquida

**Autore: Originale di Ms Xiaoyue Lü | HAMAG

Gli strumenti di cromatografia liquida possono sembrare robusti, ma in realtà sono piuttosto delicati. Molti guasti non sono causati da "usura", ma da "uso improprio" — alcune abitudini operative che diamo per scontate stanno silenziosamente accorciando la durata dello strumento. Ciascuna delle seguenti 20 "regole non scritte" rappresenta una lezione appresa a proprie spese da chi ci ha preceduto.

1. La fase mobile deve essere filtrata — utilizzando una membrana filtrante da 0,22 μm o 0,45 μm; non farlo equivale a usurarla pompa.

2. Misurare il pH nella fase acquosa: regolarlo prima di aggiungere la fase organica, poiché la fase organica interferirà con la lettura dell'elettrodo.

3. Utilizzare sali tampone nell'intervallo di pH corretto: ogni sale è efficace solo entro un intervallo di pH specifico; usarlo in modo errato è una perdita di tempo.

4. La sola degasazione a ultrasuoni non è sufficiente: utilizzarla in combinazione con un degasatore a vuoto, altrimenti le bolle vi faranno mettere in discussione la vostra sanità mentale.

5. Non iniziare l'eluizione a gradiente con una fase organica allo 0%: il rischio di precipitazione dei sali e di formazione di bolle è estremamente elevato; prestare particolare attenzione ai fosfati. (Si applica solo a sistemi contenenti sali.)

6. Non lasciare mai esaurire la fase mobile: far funzionare la pompa a secco provoca un'usura diretta dello stantuffo e degli anelli di tenuta, e la riparazione della pompa è costosa.

7. Sciacquare immediatamente dopo l'uso di una fase mobile salina: prima con acqua pura, poi con metanolo; i cristalli di sale usurano la pompa come una spugna abrasiva.

8. Mantenere un flusso delicato ed eseguire iniezioni delicate: cambiamenti improvvisi scuotono il letto della colonna, causando danni irreversibili alla fase stazionaria.

9. Prima di utilizzare una nuova colonna, verificare se la soluzione di conservazione e la fase mobile sono miscibili: in caso contrario, scartare immediatamente la colonna.

10. La colonna deve essere lavata con una fase di transizione sia prima che dopo l'uso di sali: lavare con metanolo/acqua al 10% per 10 volumi di colonna; saltare questo passaggio rovinerà la colonna.

11. Non eseguire il controlavaggio della colonna indiscriminatamente: a meno che non sia esplicitamente consentito dal manuale, ciò causerà un netto calo dell'efficienza della colonna.

12. È necessario installare una precolonna: un piccolo investimento che fa risparmiare molto a lungo termine; sostituirla quando si contamina.

13. Le colonne non devono essere lasciate asciugare — per le colonne non in uso, avvitare saldamente i tappi su entrambe le estremità; se si seccano, si ostruiranno.

14. I campioni devono essere filtrati — filtrare tutti i campioni contenenti particelle; utilizzare una membrana filtrante in PTFE idrofila da 0,22 μm per polisaccaridi e proteine.

15. Il solvente del campione deve essere compatibile con la fase mobile—una capacità di eluizione eccessiva causerà effetti di solvente e porterà a una scarsa forma del picco.

16. Esegui sempre una corsa in bianco prima dell'eluizione a gradiente—altrimenti, i picchi di impurità si spacciano per picchi del campione, rendendo inutili tutti i dati.

17. Valuta l'interferenza delle impurità anche nei metodi di quantificazione—non dare nulla per scontato; tornerà a perseguitarti durante i test di stabilità.

18. Quando trasferisci i metodi, presta attenzione alle differenze nel volume morto dello strumento—lo stesso metodo può dare risultati completamente diversi su strumenti differenti.

19. Usa i tuoi sensi per 'controllare' lo strumento ogni giorno—ascolta suoni insoliti, osserva le bolle e senti le perdite; la diagnosi precoce significa risoluzione precoce.

20. Usa solo reagenti di grado cromatografico—le impurità nei reagenti di grado analitico ti faranno disperare mentre insegui picchi fantasma.